دانشمندان موسسه ویس (Wyss) دانشگاه هاروارد موفق به ایجاد ابزاری برای ویرایش ژن شده‌اند که می‌تواند با فناوری کریسپر (CRISPR) رقابت کند و نسبت به آن برتری دارد.
به گزارش خبر گیاهپزشکی ایران، این روش که سریع‌تر و ساده‌تر از روش کریسپر است و انعطاف‌پذیرتری بیشتری نسبت به آن دارد، می‌تواند دانشمندان را قادر به انجام همزمان میلیون‌ها تغییر ژنتیکی (موتاسیون) در تعداد زیادی از سلول‌ها بکند بدون آنکه نیازی به ایجاد برش در ژنوم باشد.
محققان این تکنیک را “مهندسی نوترکیبی کتابخانه رترونی” (RLR) Retron Library Recombineering نامیده‌اند. در این روش از بخش‌هایی از دی‌ان‌ای باکتریایی به نام رترون (Retron) استفاده می‌شود که با استفاده از آنزیم نسخه‌برداری معکوس می‌تواند قطعات دی‌ان‌ای تک رشته‌ای تولید کند.
روش موسوم به CRISPR-Cas9 یا کریسپر که در آن از cut-and-paste قطعات دی‌ان‌ای برای ایجاد تغییرات در ژنوم استفاده می‌شود طی چند سال گذشته در جهان علم تحولات بزرگی ایجاد کرده و ابزاری را به دانشمندان داده که با استفاده از آن می‌توانند توالی دی‌ان‌ای یا ژنوم را به راحتی تغییر دهند. این روش کاربردهای قابل‌توجهی در درمان بیماری‌هایی همچون سرطان و ایدز در پزشکی و همچنین در اصلاح گیاهان و کنترل آفات و … داشته است. با این حال، کریسپر دارای برخی محدودیت‌ها نیز است چراکه ایجاد برش‌های ژنومی می‌تواند عوارض جانبی به دنبال داشته باشد یا ویرایش‌های ناخواسته در بخش‌هایی از ژنوم رخ دهد.
در روش ابداعی جدید برای ویرایش ژنوم از برش آنزیمی آن استفاده نمی‌شود. بلکه با استفاده از توالی رترون باکتری توالی‌های دی‌ان‌ای موردنظر به یک سلول در حال تکثیر وارد می‌شود و در نتیجه، سلول‌های دختری حاصل از تکثیر حاوی ژن‌های انتقال‌یافته خواهند بود. با استفاده از این روش امکان ایجاد میلیون‌ها جهش همزمان در ژنوم فراهم می‌گردد.
دانشمندان موسسه ویس روش RLR را روی باکتری E.coli آزمایش کردند و دریافتند که ۹۰ درصد از افراد توالی رترون را در خود جای داده‌اند.
گفتنی است که قبل از استفاده گسترده از RLR در پستانداران هنوز باید کارهای زیادی از جمله بهبود و استاندارد کردن میزان ویرایش ژن انجام شود. با این حال، محققان معتقدند که این روش می‌تواند منجر به نوآوری‌های جدید، مهیج و غیرمنتظره شود.
این مقاله در شماره اخیر مجله PNAS منتشر شده است.
Schubert et al, High-throughput functional variant screens via in vivo production of single-stranded DNA, https://www.pnas.org/content/118/18/e2018181118
